ФОРМУВАННЯ ТА ФУНКЦІОНУВАННЯ АСИМІЛЯЦІЙНОГО АПАРАТУ ІЗОГЕННИХ ЗА Е‑ГЕНАМИ ЛІНІЙ СОЇ КУЛЬТУРНОЇ ЗА РІЗНОЇ ТРИВАЛОСТІ ФОТОПЕРІОДУ

Юлія Юріївна Юхно; Ольга Олександрівна Авксентьєва; Дмитро Вікторович Глушач

doi:10.32782/agrobio.2024.2.13

Юлія Юріївна Юхно Харківський національний університет імені В.Н. Каразіна
Ольга Олександрівна Авксентьєва Харківський національний університет імені В.Н. Каразіна
Дмитро Вікторович Глушач Харківський національний університет імені В.Н. Каразіна https://orcid.org/0000-0002-8085-0640

DOI: https://doi.org/10.32782/agrobio.2024.2.13

Ключові слова: Glycine max (L.) Merr., ізогенні лінії, гени Е-серії, фотоперіод, асиміляційні індекси, хлорофіли

Анотація

Соя культурна (Glycine max (L.) Merr.) є провідною зернобобовою культурою та одночасно модельною рослиною з дослідження біологічної природи фотоперіодизму. Дослідження ролі генотипу та фотоперіодичної реакції рослин у формуванні адаптивних стратегій регуляції асиміляційних процесів є актуальною проблемою сучасної фітофізіології. В роботі представлено результати аналізу функціонування асиміляційного апарату за показниками асиміляційних індексів та вмісту фотосинтетичних пігментів у ізогенних за генами контролю фотоперіодичної реакції ліній сої культурної за умов різної тривалості фотоперіоду. У якості рослинного матеріалу використовували майже ізогенні лінії (NILs) сої культурної (Glycine max (L.) Merr.) за генами контролю фотоперіодичної реакції: короткоденні рослини (КДР) – сорт Clark та ізолінія L80-5879 (генотип e1E2E3E4e5E7 та Е1е2е3Е4е5Е7); нейтральноденні рослини (НДР) – ізолінії L63-3117 та L71-920 (генотип e1е2Е3Е4е5Е7 та e1e2e3E4e5E7). Зі стадії третього справжнього листка (V3) одну частину рослин вирощували на природному довгому дні (16 годин), а другу – піддавали впливу короткого дня (9 годин) протягом 14 діб (фаза п’ятого справжнього листка – V5). У фази розвитку V3 та V5 вимірювали суху масу листків та рослин, число і площу листків, на основі яких розраховували асиміляційні індекси (LAR, SLA, LWR) та аналізували вміст хлорофілів А і В. Результати експериментів показали, що наявність трьох домінантних алелей генів Е2, Е3 і Е4 детермінує короткоденну реакцію рослин Сорту і під впливом скороченого до 9 годин фотоперіоду обумовлювало зниження LAR, переважно за рахунок значного зниження SLA і менш значного підвищення рівня LWR, а також зниження вмісту хлорофілів відносно рівня цих показників за довгого фотоперіоду. Домінантний ген Е1 обумовлює більше зниження вмісту хлорофілів А та В, а також LAR та SLA за короткого фотоперіоду, що може характеризувати гальмування збільшення лінійних параметрів рослини і більш ефективного нагромадження сухої маси, що є важливою умовою для переходу до генеративної фази. Комбінація домінантних алелей генів Е3 і Е4 визначає більш високий рівень LAR під впливом короткого фотоперіоду переважно за рахунок більш значного підвищення LWR, ніж зниження SLA, при цьому вміст хлорофілів не змінюється, у порівнянні із довгим днем. Рецесивний стан генів е1, е2, е3 обумовлює приблизно однакові показники вмісту хлорофілів та LAR, за незначної різниці SLA і LWR на довгому і короткому дні, що може свідчити про достатньо високу адаптивність асиміляційного апарату цих рослин до фотоперіодичних умов. Встановлено, що залежно від алельного стану генів фотоперіодичної чутливості (генів Е-серії) у генотипі ізоліній сої та їх фотоперіодичної реакції запускаються різноспрямовані стратегії адаптації асиміляційного апарату до умов фотоперіоду різної тривалості.

Посилання

1. Adams, S.R., & Langton, F.A. (2005). Photoperiod and plant growth: a review. The Journal of Horticultural Science and Biotechnology, 80:1, 2-10, doi: 10.1080/14620316.2005.11511882
2. Cober, E. R., Curtis, D. F., Stewart, D. W., & Morrison, M. J. (2014). Quantifying the effects of photoperiod, temperature and daily irradiance on flowering time of soybean isolines. Plants. 3 (4), 476–497. doi: 10.3390/plants3040476.
3. Esteban, R., Barrutia, O., Artetxe, U., Fernández-Marín, B., Hernández, A., & García-Plazaola, J. I. (2014). Internal and external factors affecting photosynthetic pigment composition in plants: a meta-analytical approach. New Phytologist, 206(1), 268–280. Portico. doi: 10.1111/nph.13186
4. Golembeski, G. S., Kinmonth-Schultz, H. A., Song, Y. H., & Imaizumi, T. (2014). Photoperiodic flowering regulation in Arabidopsis thaliana. Advances in botanical research, 72, 1–28. doi: 10.1016/B978-0-12-417162-6.00001-8
5. Gupta, S., Kumawat, G., Agrawal, N., Tripathi, R., Rajesh,V., Nataraj, V., et al. (2022). Photoperiod trait: Insight in molecular mechanism for growth and maturity adaptation of soybean (Glycine max) to different latitudes. Plant Breeding, 141(4), 483-500. Doi: 10.1111/pbr.13041
6. Hunt, R. (2017). Growth Analysis, Individual Plants. In B. Thomas, B. G. Murray, & D. J. Murphy (Eds.), Encyclopedia of Applied Plant Sciences, 421–429, Oxford, Academic Press. doi: 10.1016/B978-0-12-394807-6.00226-4 методи
7. Hunt, R., Causton, D. R., Shipley, B., & Askew, A. P. (2002). A modern tool for classical plant growth analysis. Annals of botany, 90(4), 485–488. doi: 10.1093/aob/mcf214
8. Keller, B., Zimmermann, L., Rascher, U., Matsubara, S., Steier, A., & Muller, O. (2022). Toward predicting photosynthetic efficiency and biomass gain in crop genotypes over a field season. Plant Physiol. 188(1), 301-317. doi: 10.1093/plphys/kiab483.
9. Kong, F., Liu, B., Xia, Z., Sato, S, Kim, B. M., Watanabe, S., Yamada, T., Tabata, S., Kanazawa, A., Harada, K., & Abe J. (2010). Two Coordinately Regulated Homologs of FLOWERING LOCUS T Are Involved in the Control of Photoperiodic Flowering in Soybean. Plant Physiol, 154, 1220-1231. Doi: 10.1104/pp.110.160796
10. Kong, F., Nan, H., Cao, D., Li, Y., Wu, F., Wang, J., Lu, S., Yuan, X., Cober, E. R., Abe, J., & Liu, B. (2014). A new dominant gene E9 conditions early flowering and maturity in soybean. Crop Science, 54(6), 2529–2535. Portico. doi: 10.2135/cropsci2014.03.0228
11. Lamont, B. B., Williams, M. R., & He, T. (2023). Relative growth rate (RGR) and other confounded variables: mathematical problems and biological solutions. Annals of Botany, 131(4), 555–568. doi: 10.2135/cropsci2014.03.0228
12. Li, X., Schmid, B., Wang, F., & Paine, C. E. T. (2016). Net assimilation rate determines the growth rates of 14 species of subtropical forest trees. PLOS ONE, 11(3), e0150644. doi: 10.1371/journal.pone.0150644
13. Li, Y., Hou, Z., Li, W., Li, H., Lu, S., Gan, Z., Du, H., Li, T., Zhang, Y., Kong, F., Cheng, Y., He, M., Ma, L., Liao, C., Li, Y., Dong, L., Liu, B., & Cheng, Q. (2021). The legume-specific transcription factor E1 controls leaf morphology in soybean. BMC Plant Biology, 21(1), 531. doi: 10.1186/s12870-021-03301-1
14. Lichtenthaler, H. K., & Wellburn, A. R. (1983). Determinations of total carotenoids and chlorophylls a and b of leaf extracts in different solvents. Biochemical Society Transactions, 11(5), 591–592. doi: 10.1042/bst0110591
15. Liu, L., Xie, Y., Yahaya, B.S., & Wu, F. (2024). GIGANTEA Unveiled: Exploring Its Diverse Roles and Mechanisms. Genes, 15, 94. Doi: 10.3390/genes15010094
16. Liu, P.-C., Peacock, W. J., Wang, L., Furbank, R., Larkum, A., & Dennis, E. S. (2020). Leaf growth in early development is key to biomass heterosis in Arabidopsis. Journal of Experimental Botany, 71(8), 2439–2450. doi: 10.1093/jxb/eraa006
17. Miladinovic J., Ceran M., Đordevic V., Balesevic-Tubic S., Petrovic K., Dukic V., & Miladinovic D. (2018). Allelic variation and distribution of the major maturity genes in different soybean collections. Frontiers in Plant Science. 9: 1286. doi: 10.3389/fpls.2018.01286
18. Osnato, M., Cota, I., Nebhnani, P., Cereijo, U., & Pelaz, S. (2022). Photoperiod control of plant growth: flowering time genes beyond flowering. Frontiers in Plant Science, 12:805635. doi: 10.3389/fpls.2021.805635
19. Pagano, M. C., & Miransari, M. (2016). The importance of soybean production worldwide. In M. Miransari (Ed.), Abiotic and Biotic Stresses in Soybean Production. 1–26. Oxford. Academic Press. doi: 10.1016/B978-0-12-801536-0.00001-3
20. Poorter, H., Anten, N. P. R., & Marcelis, L. F. M. (2013). Physiological mechanisms in plant growth models: do we need a supra-cellular systems biology approach? Plant Cell Environ, 36, 673–1690. doi: 10.1111/pce.12123. обговорення 21. Rani, R., Raza, G., Ashfaq, H., Rizwan, M., Shimelis, H., Tung, M. H., & Arif, M. (2023). Analysis of genotype × environment interactions for agronomic traits of soybean (Glycine max [L.] Merr.) using association mapping. Frontiers in Genetics, 13:1090994. doi: 10.3389/fgene.2022.1090994
22. Sohidul Islam, M., Muhyidiyn, I., Rafiqul Islam, Md., Kamrul Hasan, Md., Golam Hafeez, A., Moaz Hosen, Md., Erman, M. (2022). Soybean and Sustainable Agriculture for Food Security. IntechOpen. doi: 10.5772/intechopen.104129
23. Song, Y. H., Ito, S., & Imaizumi, T. (2013). Flowering time regulation: photoperiod- and temperature-sensing in leaves. Trends in plant science, 18(10), 575–583. doi: 10.1016/j.tplants.2013.05.003
24. Taniguchi, T., Murayama, N., Ario, N., Nakagawa, A. C. S., Tanaka, S., Tomoita, Y., Hasegawa, M., Hamaoka, N., Iwaya-Inoue, M., & Ishibashi, Y. (2020). Photoperiod sensing of leaf regulates pod setting in soybean (Glycine max (L.) Merr.). Plant Production Science, 23(3), 360–365. doi: 10.1080/1343943x.2019.1709512
25. Wang, Y., Xu, C., Sun, J., Dong, L., Li, M., Liu, Y., Wang, J., Zhang, X., Li, D., Sun, L., Zhang, Y., Shan, J., Li, W., & Zhao, L. (2021). GmRAV confers ecological adaptation through photoperiod control of flowering time and maturity in soybean. Plant Physiology, 187(1), 361–377. doi: 10.1093/plphys/kiab255
26. Watanabe S., Harada K., Abe J. (2012). Genetic and molecular bases of photoperiod responses of flowering in soybean. Breeding Science. 1(61), 531-543. doi: 10.1270/jsbbs.61.531.
27. Weraduwage, S. M., Chen, J., Anozie, F. C., Morales, A., Weise, S. E., & Sharkey, T. D. (2015). The relationship between leaf area growth and biomass accumulation in Arabidopsis thaliana. Frontiers in Plant Science, 6:167 doi: 10.3389/fpls.2015.00167
28. Zhai, H., Wan, Z., Jiao, S., Zhou, J., Xu, K., Nan, H., Liu, Y., Xiong, S., Fan, R., Zhu, J., Jiang, W., Pang, T., Luo, X., Wu, H., Yang, G., Bai, X., Kong, F., & Xia, Z. (2022). GmMDE genes bridge the maturity gene E1 and florigens in photoperiodic regulation of flowering in soybean. Plant Physiology, 189(2), 1021–1036. doi: 10.1093/plphys/kiac092
29. Zhang, X., Wu, T., Wen, H., Song, W., Xu, C., Han, T., Sun, S., & Wu, C. (2021). Allelic Variation of Soybean Maturity Genes E1–E4 in the Huang-Huai-Hai River Valley and the Northwest China. Agriculture, 11(6), 478. doi: 10.3390/agriculture11060478
30. Zheng, N., Guo, Y., Wang, S., Zhang, H., Wang, L., Gao, Y., Xu, M., Wang, W., Liu, W., & Yang, W. (2023). Identification of E1-E4 allele combinations and ecological adaptability of soybean varieties from different geographical origins in China. Frontiers in Plant Science, 14:1222755. doi: 10.3389/fpls.2023.1222755
31. Zimmer, G., Miller, M. J., Steketee, C. J., Jackson, S. A., de Tunes, L. V. M., & Li, Z. (2021). Genetic control and allele variation among soybean maturity groups 000 through IX. The Plant Genome, 14(3): e20146. Portico. doi: 10.1002/tpg2.20146.