ОЦІНКА СТАНУ ПРЕПАРАТІВ ДНК ЛЬОНУ ЗА ТРИВАЛОГО ТЕРМІНУ ЗБЕРІГАННЯ
Анотація
Льон (Linum usitatissimum L.) є надзвичайно стародавньою прядивною культурою. Селекційна наука досягла значних результатів у створенні сортів прядивного льону з високим вмістом волокна у стеблах: 28–32%, а в окремих випадках навіть 36–43%. При цьому залишається велика кількість нерозв’язаних проблем у селекції льону, зокрема філогенез культури, генетичний контроль успадкування господарських та біологічних ознак, а також характер їх успадкування. Разом з цим виникає потреба у впровадженні в селекційну практику льону методів молекулярної біології, оскільки вони є універсальними, бо працюють на рівні нуклеїнових кислот (ДНК). Сьогодні методи молекулярної біології активно впроваджуються в практику агрономічних досліджень і виконують різноманітні функції: ідентифікація ГМО та патогенних організмів, створення генетичних карт сільськогосподарських культур, маркерна селекція польових культур, секвенування геномів цінних сортів і видів з метою більш успішної селекції та багато інших. Основною проблемою, якою супроводжуються молекулярні дослідження, є якість препаратів ДНК, котрі використовуються для проведення основного етапу молекулярних досліджень – полімеразної ланцюгової реакції або ПЛР. На якість препаратів ДНК впливає багато факторів, зокрема дотримання протоколу виділення нуклеїнових кислот, наявність компонентів буфера для виділення у препараті, кількість відмивань препарату, загальна чистота в лабораторії, а також тривалість та температура зберігання. Порушення правил зберігання ДНК призводить до руйнування або деградації молекули. Існує довготривалий та короткочасний способи зберігання ДНК, які використовуються залежно від особливостей молекулярних досліджень. У статті розглядаються результати досліджень якості препаратів ДНК сортів льону Гладіатор та Есмань за довготривалого способу зберігання (90 діб), при температурі +4ºС і -20ºС в деіонізованій воді та ТЕ-буфері (TrisHCl EDTA). Було встановлено, що препарати ДНК здебільшого зберігають свою стабільність за тривалого способу зберігання, і, отже, можуть бути придатними для ПЛР.
Посилання
2. Bitskinashvili, K., Gabriadze, I., Kutateladze, T., Vishnepolsky, B., Mikeladze, D. & Datukishvili, N. (2019). Influence of Heat Processing on DNA Degradation and PCR-Based Detection of Wild-Type and Transgenic Maize. Journal of Food Quality, 2019, 1–11. doi: 10.1155/2019/5657640
3. Bohn, P., Weisel, M. P., Wolfs, J. & Meier, M. A. R. (2022). Molecular data storage with zero synthetic effort and simple read‑out. Nature, 12(12), 1–8. doi: 10.1038/s41598-022-18108-9
4. Ceccherini, M. T., Pote´, J., Kay E.,1 Van, V. T., Mare´chal, J., Pietramellara, G., Nannipieri, P., Vogel, T. M. & Simonet P. (2003). Degradation and Transformability of DNA from Transgenic Leaves. Applied and environmental microbiology, 69(1), 673–678. doi: 10.1128/AEM.69.1.673–678.2003
5. Coudy, D., Colotte, M., Luis, A., Tuffet, S. & Bonnet, J. (2021). Long term conservation of DNA at ambient temperature. Implications for DNA data storage. PLoS ONE, 16(11), 1–14. doi: 10.1371/journal.pone.0259868
6. Dong Y., Sun, F., Ping, Z., Ouyang, Q. & Qian, L. (2020). DNA storage: research landscape and future prospects. National Science Review, 7, 1092–1107.
7. Godard, B., Schmidtke, J., Cassiman, J.-J. & Ayme, S. (2003). Data storage and DNA banking for biomedical research: informed consent, confidentiality, quality issues, ownership, return of benefits. A professional perspective. European Journal of Human Genetics, 11(2), 89–122. doi: 10.1038/sj.ejhg.5201114
8. Guo, D., Jiang, H., Yan, W., Yang, L., Ye, J., Wang, Y., Yan, Q., Chen, J., Gao, Y., Duan, L., Liu H. & Xie, L. (2020). Resequencing 200 Flax Cultivated Accessions Identifies Candidate Genes Related to Seed Size and Weight and Reveals Signatures of Artificial Selection. Frontiers in Plant Science, 1(10), 1–15. doi:10.3389/fpls.2019.01682.
9. Hao, Y., Li, Q., Fan, C. & Wang, F. (2021). Data Storage Based on DNA. Small Structures, 2, 1 – 13. doi: 10.1002/sstr.202000046
10. Ivanova, N. V. & Kuzmina, M. L. (2013). Protocols for dry DNA storage and shipment at room temperature. Molecular Ecology Resources, 13(5), 890–898 doi:10.1111/1755-0998.12134
11. Kawane, K., Motani, K. & Nagata, S. (2014). DNA Degradation and Its Defects. Cold Spring Harbor Laboratory Press. 6, 1–15.
12. Kim, Y.-T., Choi, E.-H. Son, B.-K., Seo, E.-H., Lee, E.-K., Ryu, J.-K., Ha, G.-W., Kim, J.-S., Kwon, M.-R., Nam, J.-H., Kim, Y.-J. & Lee, K.-R. (2011). Effects of Storage Buffer and Temperature on the Integrity of Human DNA. Korean Journal of Clinical Laboratory Science, 44(1), 24–30.
13. Kohll, A. X., Antkowiak, P. L., Chen, W. D., Nguyen, B. H., Stark, W. J., Ceze, L., Strauss K. & Grass, R. N. (2020). Stabilizing synthetic DNA for long-term data storage with earth alkaline salts. Chemical Communication, 56, 3613 – 3616. doi: 10.1039/d0cc00222d
14. Lee, S. B., Clabaugh, K. C., Silva, B., Odigie, K. O., Coble, M. D., Loreille, O., Scheible, M., Fourney, R. M., Stevens, J., Carmody, G. R., Parsons, T. J., Pozder, A., Eisenberg, A. J., Budowle, B., Ahmad, T., Miller, R. W. & Crouse, C. A. (2012). Assessing a novel room temperature DNA storage medium for forensic biological samples. Forensic Science International: Genetics, 6, 31–40. doi: 10.1016/j.fsigen.2011.01.008
15. Lohinov, M.I., Rosnovskyi, M.H. & Lohinov, A.M. (2014). Selektsiia lonu-dovhuntsia: istorychni aspekty rozvytku. Faktory eksperymentalnoi evoliutsii orhanizmiv, 14, 236–240. (in Ukrainian)
16. Lozano‑Peral, D., Rubio, L., Santos, I., Gaitán, M. J., Viguera, E. & Martín‑de‑las‑Heras, S. (2021). DNA degradation in human teeth exposed to thermal stress. Nature, 11(12), 1 – 9. doi: 10.1038/s41598-021-91505-8
17. Menchhoff, S. I., Solomon, A. D., Cox, J. O., Hytinen, M. E., Miller, M. T. & Cruz, T. D. (2022). Effects of storage time on DNA profiling success from archived latent fingerprint samples using an optimized workflow. Forensic Sciences Research, 7(1), 61 – 68. doi: 10.1080/20961790.2020.1792079
18. Miernyk, K. M., DeByle, C. D. & Rudolph K. M. (2017). Evaluation of two matrices for long-term, ambient storage of bacterial DNA. Biopreserv Biobank, 15(6), 529–534. doi: 10.1089/bio.2017.0040.
19. Molinuevo, R., Freije, A., Contreras, L., Sanz, J. R. & Gandarillas, A. (2020). The DNA damage response links human squamous proliferation with differentiation. Journal of Cell Biology, 219(11), 1–19. doi: 10.1083/jcb.202001063
20. Nguyen-Hieu, T., Aboudharam, G. & Drancourt, M. (2012). Heat degradation of eukaryotic and bacterial DNA: an experimental model for paleomicrobiology. BioMedCentral Research Notes, 5(528), 1–6.
21. Owens, C. B., & Szalanski, A. L. (2005). Filter Paper for Preservation, Storage, and Distribution of Insect and Pathogen DNA Samples. Journal Of Medical Entomology, 42(4), 709–711.
22. Rebecchi, L., Cesari, M., Altiero, T., Frigieri, A. & Guidetti, R. (2009). Survival and DNA degradation in anhydrobiotic tardigrades. The Journal of Experimental Biology, 212, 4033–4039. doi:10.1242/jeb.033266
23. Saito, T. & Doi, H. (2021). A Model and Simulation of the Influence of Temperature and Amplicon Length on Environmental DNA Degradation Rates: A Meta-Analysis Approach. Frontiers in Ecology and Evolution, 9, 1–8. doi: 10.3389/fevo.2021.623831
24. Smith, S. & Morin, P. A. (2005). Optimal Storage Conditions for Highly Dilute DNA Samples: A Role for Trehalose as a Preserving Agent. Journal оf Forensic Sciences, 50(5), 1–8.
25. Somiari, R. I., Adebiyi, E., Ukachukwu, L., Mba, I. I., Anthony, F. A., Ogundele, A. O., Onuaha, I., Brainard, M., Luber, S., Larson, C., Russell, S., Bharathan, N., & Somiari, S. B. (2011). STR Analysis of Human DNA Samples After Dry-State Ambient Temperature Storage in GenPlates. The Open Forensic Science Journal, 4, 30–35.
26. Soniat, T. J., Sihaloho, H. F., Stevens, R. D., Little, T. D., Phillips, C. D. & Bradley, R. D. (2021). Temporal-dependent effects of DNA degradation on frozen tissues archived at − 80°C. Journal of Mammalogy, 102(2), 375–383.
27. Soto-Cerda, B.J., Diederichsen, Axel., Ragupathy, R. & Cloutier, S. (2013). Genetic characterization of a core collection of flax (Linum usitatissimum L.) suitable for association mapping studies and evidence of divergent selection between fiber and linseed types. BioMedCentral Plant Biology, 13(78). 1–15.
28. Tan, X., Ge, L., Zhang, T. & Lu, Z. (2021). Preservation of DNA for data storage. Russian Chemical Reviews, 90(2), 280–291. doi: 10.1070/RCR4994
29. Villarrubia, C. W. N., Tumas, K. C., Chauhan, R., MacDonald, T., Dattelbaum, A. M., Omberg, K. & Gupta, G. (2022). Long-term stabilization of DNA at room temperature using a one-step microwave assisted process. Emergent Materials, 5, 307–314. doi: 10.1007/s42247-021-00208-3
30. Wang, F., Wang, L., Briggs, C., Sicinska, E., Gaston, S. M., Mamon, H., Kulke, M. H., Zamponi, R., Loda, M., Maher, E., Ogino, S., Fuchs, C. S., Li, J., Hader, C. & Makrigiorgos, G. M. (2007). DNA Degradation Test Predicts Success in Whole-Genome Amplification from Diverse Clinical Samples. Journal of Molecular Diagnostics, 9(4), 441 – 451. doi: 10.2353/jmoldx.2007.070004
31. Wu, J., Cunanan, J., Kim, L., Kulatunga, T., Huang, C. & Anekella, B. (2009). Stability of Genomic DNA at Various Storage Conditions. SeraCare Life Sciences, 1, 1–11.
32. Xu, Y., Ren, X. Y., Wang, H. B., Wang, M. & Li, G. H. (2018). Evaluation of DNA degradation and establishment of a degradation analysis model for Lepidoptera specimens. BioTechniques, 56(5), 138–147.
ISSN 
ISSN 
